The Draft Genome of an Octocoral, Dendronephthya gigantea.

Octocoral, Dendronephthya gigantea의 초안 게놈

Yeonsu Jeon,1,2 Seung Gu Park,1 Nayun Lee,3 Jessica A Weber,4,5 Hui-Su Kim,1 Sung-Jin Hwang,6 Seonock Woo,7 Hak-Min Kim,1,2 Youngjune Bhak,1,2 Sungwon Jeon,1,2 Nayoung Lee,3 Yejin Jo,3 Asta Blazyte,1 Taewoo Ryu,8 Yun Sung Cho,1,2,9 Hyunho Kim,10 Jung-Hyun Lee,7 Hyung-Soon Yim,7 Jong Bhak,1,2,9,10 and Seungshic Yum3,11

Howard Ochman, Associate Editor

Author information Article notes Copyright and License information Disclaimer

This article has been cited by other articles in PMC.

 

관련데이터

Supplementary Materials

 

초록

돌로 이루어진 산호초는 세계적인 해양 환경 변화에 의해 위협받고 있다. 그러나 octocorallian 종의 부드러운 산호 공동체는 더 탄력적으로 보인다. 돌로 만들어진 산호, 바다 아네모네 및 히드라를 포함하여 여러 가지 cnidarians 종의 게놈이 공개되었다. octocoral 종의 cnidarians에 대한 계통 혈전학적 차이를 메우기 위해, 우리는 일반적으로 카네이션 산호로 알려진 비연산성 부드러운 산호 인 octocoral 인 Dendronephthya gigantea를 시퀀싱했다. D. gigantea 게놈 크기는 ~ 276 Mb이다. 고품질 게놈 어셈블리는 PacBio 긴 판독 값 (108 × 적용 범위를 갖는 29.85 Gb) 및 Illumina 짧은 페어-엔드 판독 값 (128 × 적용 범위를 갖는 35.54 Gb)으로 구성되어 현재까지 수의사에게 보고 된 최고 N50 값 (1.4 Mb) 게놈이다. 게놈의 약 12 ​​%는 반복적인 요소이며 28,879 개의 예측 된 단백질 코딩 유전자를 함유하고 있다. 이 유전자 세트는 94 %의 완전한 BUSCO ortholog 벤치 마크 유전자로 구성되며, 이는 cnidarians에서 두 번째로 높은 값으로 고품질을 나타낸다. 분자 계통학 분석에 기초하여, octocoral 및 hexacoral 발산 시간은 544 MYA에서 추정되었다. 이 종들 사이에 Hox 유전자 조성에는 분명한 차이가 있다 : 육방 산호와는 달리, Antp 수퍼 클래스 Evx 유전자는 D. gigantea에는 없었다. 여기, 우리는 nonsymbiotic octocoral, D. gigantea의 첫 번째 게놈 어셈블리 돌과 부드러운 연산호, 공생 과 비공생(nonsymbiotic)을 포함 하여 cnidarians의 비교 게놈 분석을 돕기 위해 제시한다. D. gigantea 게놈은 또한 지구 온난화 시나리오에 대응하여 부드러운 연산호와 돌로 구성된 산호 사이의 차별적 대처 메커니즘에 대한 단서를 제공 할 수 있다. 

키워드 : 부드러운 산호, 게놈, octocoral, nonsymbiotic coral, cnidarian, Dendronephthya gigantea

소개

Anthozoa 클래스 인 계통 성 Cnidaria에 속하는 산호는 다양한 해양 유기체에 서식지를 제공하고 (Friedlander and Parrish 1998) 플랑크톤과 benthic community 사이의 에너지 전달에 중요한 역할을 하는 저서 공동체의 기본 구성원이다 (van de Water et al. 2018). 산호는 대량의 플랑크톤을 포획하여 해안 먹이 ​​사슬의 1 차 및 2 차 생산을 규제한다 (Gili and Coma 1998; van de Water et al. 2018). 산호는 hexacorals (돌이 많은 산호와 바다 아네모네)와 octocorals (부드러운 산호와 바다 팬)로 분류 될 수 있다. 해수 온도 상승과 해양 산성화로 대표되는 전 세계 해양 환경 변화는 열대 지역에서 돌로 구성된 산호로 구성된 산호초를 위협하는 것으로 알려져 있다 (Hoegh-Guldberg and research 1999; Carpenter et al. 2008).  그러나 온대 및 아열대 지역의 부드러운 산호 지역은 분포 제한이 확대됨에 따라 북쪽으로 분산되는 능력 때문에 번성하는 것으로 보인다 (de Paula and Creed 2004; Santodomingo et al. 2013). 현재까지 지구 온난화와 해양 산성화로 인한 산호 표백 (Hoegh-Guldberg and research 1999)에 대한 돌이 많은 산호의 susceptibility을 이해하는 데 많은 연구가 집중 되어왔다 (Ries et al. 2010; de Putron et al. 2011; Pandolfi et al. 2011; Inoue et al. 2013). 그러나 섬광이 있는 부드러운 산호는 이러한 환경 변화에 덜 취약하지만(Inoue et al. 2013) 온대 얕은 생물인 octocoral 은 증가 된 온도 및 산성화 수준을 견딜 수 있음을 제안된다 (Lopes et al. 2018). 하지만, 변화하는 환경에서 석회화와 연성 산호의 생존 전략에 있어서 생물학적으로 큰 차이가 있기 때문에, hexacoral 게놈 만이 시퀀싱 되고 분석되었다 (Putnam et al. 2007; Shinzato et al. 2011; Baumgarten et al. 2015; Snelling et al. 2017; Voolstra et al. 2017; Ying et al. 2018). 게다가, 이미 사용 가능한 hexacoral 게놈을 이해하는 데 도움이되도록 octocoral 특수함을 추가하는 것이 좋다.

여기서, 우리는 carnation coral라고 흔히 알려져 있는 팔각형인 Dendronephthya gigantea의 첫 게놈어샘블을 보고한다. D. gigantea는 한국의 가장 남쪽 해안 지역(Hwang and Song 2007)에서 지배적인 종으로, 온대 및 아열대 지역에서는 연간 수온이 14°C에서 26°C(Hwang and Song 2007)까지 분포한다. 일반적으로 이 종의 집단은 수심 10미터에서 20미터까지 얕은 물에 서식한다. It is an independent nonsymbiotic gonochoric internal brooder.그것은 동물성 플랑크톤과 식물성 플랑크톤을 먹이로 삼고 암초를 형성하는 아크로포라 종( reef-building Acropora species)과는 대조적으로 zooxanthellae (Imbs et al. 2007)을 가지고 있지 않다. 따라서 우리의 초안 게놈은 발표된 돌 산호 게놈(stony coral genomes)과 비교하여 급속한 환경 변화에 대처하는 다양한 대처 전략을 이해한다는 측면에서 azooxanthellate octocorals  진화 연구의 자원이 될 수 있다.

시퀀싱 및  De Novo Genome Assembly

우리는 17 k-mer 크기의 Illumina HiSeq 2500 short paired-end reads (35.54Gb, 128배 범위)를 사용하여 D. Giganta의 게놈 크기를 276Mb(276,273,039bp)로 추정했다. k-mer frequency 분포 그래프는 두 개의 피크가 있고 D. giganta 게놈의 이형접합성(heterozygosity)이 높다는 것을 보여주었다(Liu et al. 2013)(보조 그림 1, Supplementary Material 온라인). 이 발견은 상대적으로 높은 수준의 게놈 이형접합성(heterozygosity)을 보이는 무척추동물에 대한 이전의 보고서와 일치한다(Ellegren and Galtier 2016).

초기 드래프트 어셈블리에 PacBio long reads(29.85Gb, 108배 커버리지 포함)를 사용했으며, 오류 수정을 위해  Illumina short paired-end reads (35.54Gb, 커버리지 128배)로 보완되었다. 게놈 어셈블리 과정에서 세균과 곰팡이 DNA 서열(1.18%)가 걸러졌다. 최종 어셈블리 결과 276Mb(표 1)의 추정 게놈 크기 중 103.58%를 차지하는 286Mb의 게놈을 발생시켰다. 달성한 최종 N50 값은 1445,523 bp(표 1)이다. 생산된 D. Giganta 게놈 어셈블리는 지금까지 자포동물(cnidarian)게놈 중 N50 길이(1.4Mb)가 가장 길다(표 1). 또한 게놈 조립체에 대한 Illumina short paired-end reads의 self-mapping rate(95.9%)이 매우 높았다.

the Dendronephthya gigantea 게놈 어셈블리와 다른   자포동물(Cnidarians) 비교통계

 

유전자 예측, 주석(Annotation) 및 품질 평가

우리는 두 가지 다른 방법을 사용하여  D. gigantea에서 29,000개에 가까운 단백질 코딩 유전자(protein-coding genes)를 발견했다(보완표 1, 온라인 보충자료 참조). 1차 접근방식과 2차 접근방식은 각각 D. gigantea게놈의 단백질 코딩 유전자(protein-coding genes)를 2만8879개, 2만8937개로 예측했다. 비교 가능한 높은 품질을 보인 BUSCO (version 3.0.2) (Simão et al. 2015; Waterhouse et al. 2018)를 사용하여 두 유전자 세트를 비교하여 예측 유전자 세트에 대한 신뢰도를 높였다. 첫 번째 방법으로 얻은 유전자 세트는 두 번째 방법(93.35%)보다 약간 높은 품질(93.97% 완성 BUSCO 유전자)을 보였다(부록표 2, 보충재료 온라인) D. Giganta 유전자 세트는 cnidians 중에서 품질이 높았으며 complete BUSCO ortholog benchmark genes의 ~94%를 차지했다(부록 그림 2, Supplementary Material 온라인).  D. gigantea 유전자 모델의 품질을 6명의 cnidarians (Aiptasia pallida, Acropora digitifera, Hydra magnipapillata, Nematostella vectensis, Ovidicella faveolata, Stylophora pistillata)와 비교했다. D. Giganta 유전자 모델은  single copy BUSCO genes을 ~87% 완성했다(부록 그림 2, Supplementary Material 온라인). 또한 cnidarian(부록 그림 2, Supplementary Material online) 중 single copy 및 duplicated genes를 모두 포함하는 complete BUSCO genes (~94%)가 두 번째로 높았다. D. gigantea 게놈의 거의 12%가 반복 요소(repeat elements)로 이루어져 있다. D. giganta 게놈의 11.97%를 차지하는 것을 발견했으며, tandem repeatment와 long terminal repeat 요소(LTR)가 각각 게놈의 7.24%와 2.25%를 나타낸다. (부록표 3, 보충 자료 온라인).

계통 발생 학적 분석 및 Hox 유전자 클러스터 식별

우리는 D. gigantea가 우리의 계산에 근거하여 가장 빠른 거식 종들 사이에서 분기되었다는 것을 발견했다. 우리는 D. gigantea가 싱글 톤을 제외한 12,597 개의 이종 상동 유전자 군을 포함하고 있으며 이들 중 3,656 개는 돌이 많은 산호 (Orbicella faveolata, Stylophora pistillata 및 Acropora digitifera)와 hydra (Hydra magnipapillata) (보충 그림 3, 보충 자료 온라인)와 공유되는 것으로 확인되었다. ). 총 4,863 개의 유전자 패밀리가 D. gigantea- 특이 적이었다 (보충 그림 3, 보충 자료 온라인). 둘째, 우리는 분자 계통 발생 학적 분석을 사용하여octocoral, D. gigantea가 육식과 수생 동물 사이에 위치하고 있음을 보여준다 (그림 1A). 발산 시간 추정 분석은 다른 3 개의 돌 산호 (O. faveolata, S. pistillata 및 A. digitifera)로부터의 octocoral (D. gigantea)의 발산이 544 MYA (그림 1A)가 발생했음을 제안했다.

무화과. 1.

—Dendronephthya gigantea 및 기타 종의 생리 학적 관계 및 Hox 유전자 클러스터. (A) 나무는 15 종 중 발산 시간이있는 계통 발생을 보여준다. 각 분기의 숫자는 예상 발산 시간 (MYA)을 나타낸다. (B) 녹색 점선 박스는 Hox 유전자 클러스터 (HoxA, HoxB, HoxC, HoxDa, HoxDb, HoxE 및 HoxF)를 나타내고, 노란색 점선 박스는 EGF 유전자 클러스터 (Evex 및 Gbx)를 나타내며, 청색 점선 박스를 나타낸다 는 ParaHox 유전자 클러스터 (CDX 및 GSX)를 나타냅니다. 박스 수는 게놈에서 각 유전자 카피 수를 나타낸다.

 

또한 연한 산호와 돌이 많은 산호 사이의 Hox (Homeobox) 유전자의 차이점을 조사했다. Hox 유전자는 발달 동안 다양한 역할을 수행하는 전사 인자를 암호화한다 (Akam 1995). 그들은 신체 계획을 정의하는 것으로 가장 잘 알려져 있다 (Akam 1995). 우리는 3 개의 돌이 많은 산호가 유사하고 친숙한 Hox 유전자 클러스터 패턴을 가지고 있음을 발견했다 (Ying et al. 2018) (그림 1B). 그러나 Hox 유전자의 Antp 수퍼 클래스 (Patel and Prince 2000)의 구성원 인 Evx는 D. gigantea (그림 1B)에는 실험적으로 검증되어야 할 발견이 없다. 

여기, 우리는 첫 번째 nonsymbiotic octocoral Dendronephthya gigantea의 고품질, 초안 게놈을 제시한다. 우리의 분석에 따르면octocoral은 육각에서 544 MYA의 발산 시간이 추정되는 무척추 동물 중에서 가장 빠른 발산 그룹이다. 16 진법과 히드라 게놈 외에 cnidarians를위한 새로운 octocoral assembly를 추가하여 공생 적 및 / 또는 비 공생적인 돌과 연한 산호의 깊이 비교 분석을 용이하게 한다. D. gigantea 게놈은 지구 온난화와 해양 산성화에 직면 한 석회화와 생존 전략 측면에서 연약한 산호와 돌이 많은 산호 사이의 유전적 대응 메커니즘의 차이를 결정하는 것을 목표로 하는 미래의 실험을 지원할 것이다.

재료 및 방법

게놈 어셈블리 및 주석

샘플 수집, DNA 추출, RNA 추출, 게놈 크기 추정, 데 노보 게놈 어셈블리 및 게놈 주석에 대한 자세한 설명은 온라인 보조 자료를 참조하십시오. 간단히 말해서, PacBio long read는 오류 수정을 위해 Illumina short paired-end read로 보완 된 FALCON (버전 0.3.0) (Chin et al. 2016)으로 처리 된 드래프트 어셈블리에 사용되었습니다. BWA (버전 0.7.12) (Li, 2013)를 사용하여 고품질을 확인하기 위해 Illumina 짧은 페어 드 엔드 판독 값을 게놈 어셈블리에 매핑하여 95.9 %의 매핑 속도를 얻었습니다. 유전자 예측을 위해, 상동성 기반 예측 D. gigantea 유전자 모델, Planula의 RNA-seq 데이터 및 D. gigantea의 폴립 및 Scleronephthya gracillimum의 폴립 (미공개 데이터) 및 NCBI 데이터베이스에서 다운로드 한 산호의 EST (Expressed Sequence Tag)로 부터 얻은 추가 정보를 담은  AUGUSTUS (버전 3.1) (Stanke et al. 2008)를 사용하여 ab 초기화와 상동성 기반 예측법을 병합했다.

계통발생학적 분석 및 Hox 유전자 클러스터 식별 

우리는 6 개의 출판 된 cnidarians (Orbicella faveolata, Stylophora pistillata, Acropora digitifera, Nematostella vectensis, Aiptasia pallida, Hydra magnipapillata)와  7 개의 noncnidarian metazoans (Danio rerio, Homo Sapiens, Drosophila melanogaster, Caenorhabditis elegans, Trichoplax adhaerens, Amphimedon queenslandica, and Mnemiopsis leidyi) 에서 완전한 단백질 코딩 유전자의 orthologous 유전자 클러스터링을 검사했다. 우리 집단은 단세포성 holozoan인 Monosiga brevicollis였다. E-값 컷오프가 1E-20인 OrthoMCL(버전 2.0.9) (Li et al. 2003)을 사용하여 클러스터를 생성했다.E- 값 컷오프가 1E-20 인 OrthoMCL (버전 2.0.9) (Li et al. 2003)을 사용하여 클러스터를 생성했다.

RAxML (버전 8.2.8)에서 PROTGAMMAJTT 모델을 사용하여 197 개의 단일 카피 오쏘 로그를 사용하여 계통 발생을 추정했다 (Stamatakis 2014). 발산 시간은 PAML 패키지 (버전 4.8)의 MCMCtree 프로그램 (버전 4.8) (Yang 2007)을 사용하여 독립적 인 비율 모델 (clock = 2)로 추정되었다. D. melanogaster–C 사이의 노드 날짜다. elegans는 743 MYA 및 H. sapiens–D로 제한되었다. rerio는 TimeTree 데이터베이스를 기반으로 435 MYA로 제한되었다 (Kumar et al. 2017).

To identify and classify Hox gene cluster patterns, we sought for all instances of the homeobox domain based on Pfam database (Finn et al. 2016) using HMMER (version 3.1b2) (Finn et al. 2011) and InterProScan (version 5.32-71.0) (Jones et al. 2014; Mitchell et al. 2018). Homeobox domain genes were classified using BLAST (version 2.2.28) (Altschul et al. 1990) against HomeoDB (Zhong et al. 2008; Zhong and Holland 2011) and mapping to the homeobox domain of N. vectensisHox genes from GenBank (Lipman, et al. 2016).

Hox 유전자 클러스터 패턴을 식별하고 분류하기 위해 HMMER (버전 3.1b2) (Finn et al. 2011) 및 InterProScan (버전 5.32-71.0)을 사용하여 Pfam 데이터베이스 (Finn et al. 2016)를 기반으로하는 homeobox 도메인의 모든 인스턴스를 찾았다. ) (ones et al. 2014; Mitchell et al. 2018). Homeobox 도메인 유전자는 HomeoDB (Zhong et al. 2008; Zhong and Holland 2011)에 대해 BLAST (버전 2.2.28) (Altschul et al. 1990)를 사용하여 분류되었으며 GenBank (Lipman, Lipman, N. vectensisHox genes)의 homeobox 도메인에 매핑되었다 (Lipman, et al. 2016).

보충 자료 

보충자료 는 Genome Biology and Evolution online에서 이용 가능하다.

보충 자료 

보충 데이터 

Click here for additional data file.(370K, zip)

감사의 말

이 연구는 해양 생물 공학 프로그램 (20170305, 해양 단백질을 기반으로 한 생물 의학 재료 개발)과 한국 해양 수산부와 울산 연구의 게놈 한국 프로젝트가 지원하는 공동 게놈 프로그램 (20180430)의 보조금으로 지원되었다 울산 과학 기술원 (UNIST)의 자금 (1.180024.01 및 1.180017.01). 또한 한국 과학 기술 정보 연구원 (KISTI)의 연구 지원 및 게놈 연구 재단에 한국 연구 환경 개방 네트워크 (KREONET)에 대한 접근을 제공한 것에 감사드린다.

이 연구는 해양생명공학프로그램(20170305, 해양단백질을 기반으로 한 바이오의약품 개발)과 한국 해양수산부와 울산과학기술원(UNIST)의 울산 연구 기금의 한국 및 게놈 코리아 프로젝트(울산 1.180024.01·1180017.01)가 자금을 조달하는 공동게놈프로그램(20180430)으로부터 보조금을 지원받았다. 

또 게놈연구재단의 연구지원과 한국과학기술정보연구원(KISTI)이 한국연구환경오픈넷워크(KREONET)가 접근권한 제공에 대해서도 감사드린다.

데이터 증착 :  octocoral 전장게놈  및 전사체 프로젝트는 PRJNA507923 및 PRJNA507943 가입 하에 DDBJ / ENA / GenBank에 기탁되었다. DNA 및 RNA 시퀀싱 판독 값은 각각 가입 (SRR8293699 및 SRR8293698 및 SRR8293935 및 SRR8293936)에 따라 NCBI 읽기 아카이브에 업로드되었다. 게놈 어셈블리는 가입 RSEI01000000에 따라 DDBJ / ENA / GenBank에 기탁되었다.

 

인용문헌

Akam M. 1995. Hox genes and the evolution of diverse body plans. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 349(1329):313–319. [PubMed] [Google Scholar]

Altschul SF, Gish W, Miller W, Myers EW, Lipman DJ.. 1990. Basic local alignment search tool. J Mol Biol. 215(3):403–410. [PubMed] [Google Scholar]

Baumgarten S, et al. 2015. The genome of Aiptasia, a sea anemone model for coral symbiosis. Proc Natl Acad Sci U S A. 112(38):11893–11898. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

Carpenter KE, et al. 2008. One-Third of Reef-Building Corals Face Elevated Extinction Risk from Climate Change and Local Impacts. science 321: 560–563. doi: 10.1126/science.1159196. [PubMed]

Chin C-S, et al. 2016. Phased diploid genome assembly with single-molecule real-time sequencing. Nat Methods. 13(12):1050. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

de Paula AF, Creed JC.. 2004. Two species of the coral Tubastraea (Cnidaria, Scleractinia) in Brazil: a case of accidental introduction. Bull Mar Sci. 74:175–183. [Google Scholar]

de Putron SJ, McCorkle DC, Cohen AL, Dillon A.. 2011. The impact of seawater saturation state and bicarbonate ion concentration on calcification by new recruits of two Atlantic corals. Coral Reefs 30:321–328. [Google Scholar]

Ellegren H, Galtier N.. 2016. Determinants of genetic diversity. Nat Rev Genet. 17(7):422.. [PubMed] [Google Scholar]

Finn RD, Clements J, Eddy SR.. 2011. HMMER web server: interactive sequence similarity searching. Nucleic Acids Res. 39(Suppl):W29–W37. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

Finn RD, et al. 2016. The Pfam protein families database: towards a more sustainable future. Nucleic Acids Res. 44(D1):D279–D285. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

Friedlander AM, Parrish JD.. 1998. Habitat characteristics affecting fish assemblages on a Hawaiian coral reef. J Exp Mar Biol Ecol. 224:1–30. [Google Scholar]

Gili J-M, Coma R.. 1998. Benthic suspension feeders: their paramount role in littoral marine food webs. Trends Ecol Evol. 13(8):316–321. [PubMed] [Google Scholar]

Hoegh-Guldberg O. 1999. Climate change, coral bleaching and the future of the world’s coral reefs. Mar Freshwater Res. 50:839–866. [Google Scholar]

Hwang S-J, Song J-I.. 2007. Reproductive biology and larval development of the temperate soft coral Dendronephthya gigantea (Alcyonacea: Nephtheidae). Mar Biol. 152:273–284. [Google Scholar]

Imbs AB, et al. 2007. Comparison of fatty acid compositions of azooxanthellate Dendronephthya and zooxanthellate soft coral species. Comp Biochem Physiol B Biochem Mol Biol. 148(3):314–321. [PubMed] [Google Scholar]

Inoue S, Kayanne H, Yamamoto S, Kurihara H.. 2013. Spatial community shift from hard to soft corals in acidified water. Nat Climate Change. 3:683. [Google Scholar]

Jones P, et al. 2014. InterProScan 5: genome-scale protein function classification. Bioinformatics 30(9):1236–1240. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

Kumar S, Stecher G, Suleski M, Hedges SB.. 2017. TimeTree: a resource for timelines, timetrees, and divergence times. Mol Biol Evol. 34(7):1812–1819. [PubMed] [Google Scholar]

Li H. 2013. Aligning sequence reads, clone sequences and assembly contigs with BWA-MEM. arXiv Preprint arXiv 1303:3997. [Google Scholar]

Li L, Stoeckert CJ, Roos DS.. 2003. OrthoMCL: identification of ortholog groups for eukaryotic genomes. Genome Res. 13(9):2178–2189. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

Lipman DJ, et al. 2016. GenBank. Nucleic acids research 45: D37–D42. doi: 10.1093/nar/gkw1070. [PMC free article] [PubMed]

Liu B, et al. 2013. Estimation of genomic characteristics by analyzing k-mer frequency in de novo genome projects. arXiv Preprint arXiv 1308:2012. [Google Scholar]

Lopes AR, et al. 2018. Physiological resilience of a temperate soft coral to ocean warming and acidification. Cell Stress and Chaperones 23: 1093–1100. doi: 10.1007/s12192-018-0919-9. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

Mitchell AL, et al. 2018. InterPro in 2019: improving coverage, classification and access to protein sequence annotations. Nucleic acids research 47: D351–D360. doi: 10.1093/nar/gky1100. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

Pandolfi JM, Connolly SR, Marshall DJ, Cohen ALJs.. 2011. Projecting coral reef futures under global warming and ocean acidification. Science 333:418–422. [PubMed] [Google Scholar]

Patel NH, Prince VE.. 2000. Beyond the Hox complex. Genome Biol. 1(5):reviews1027–reviews1021. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

Putnam NH, et al. 2007. Sea anemone genome reveals ancestral eumetazoan gene repertoire and genomic organization. Science 317(5834):86–94. [PubMed] [Google Scholar]

Ries J, Cohen A, McCorkle D.. 2010. A nonlinear calcification response to CO2-induced ocean acidification by the coral oculina Arbuscula. Coral Reefs 29:661–674. [Google Scholar]

Santodomingo N, et al. 2013. Diversity and distribution of azooxanthellate corals in the Colombian Caribbean. Mar Biodivers. 43:7–22. [Google Scholar]

Shinzato C, et al. 2011. Using the Acropora digitifera genome to understand coral responses to environmental change. Nature 476(7360):320. [PubMed] [Google Scholar]

Simão FA, Waterhouse RM, Ioannidis P, Kriventseva EV, Zdobnov EM.. 2015. BUSCO: assessing genome assembly and annotation completeness with single-copy orthologs. Bioinformatics 31(19):3210–3212. [PubMed] [Google Scholar]

Snelling J, Dziedzic K, Guermond S, Meyer E 2017a. Development of an integrated genomic map for a threatened Caribbean coral (Orbicella faveolata). bioRxiv: 183467. doi: 10.1101/183467.

Stamatakis A. 2014. RAxML version 8: a tool for phylogenetic analysis and post-analysis of large phylogenies. Bioinformatics 30(9):1312–1313. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

Stanke M, Diekhans M, Baertsch R, Haussler D.. 2008. Using native and syntenically mapped cDNA alignments to improve de novo gene finding. Bioinformatics 24(5):637–644. [PubMed] [Google Scholar]

van de Water JA, Allemand D, Ferrier-Pagès C.. 2018. Host-microbe interactions in octocoral holobionts-recent advances and perspectives. Microbiome 6:64.. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

Voolstra CR, et al. 2017. Comparative analysis of the genomes of stylophora pistillata and acropora digitifera provides evidence for extensive differences between species of corals. Sci Rep. 7(1):17583. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

Waterhouse RM, et al. 2018. BUSCO applications from quality assessments to gene prediction and phylogenomics. Mol Biol Evol. 35(3):543–548. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

Yang Z. 2007. PAML 4: phylogenetic analysis by maximum likelihood. Mol Biol Evol. 24(8):1586–1591. [PubMed] [Google Scholar]

Ying H, et al. 2018. Comparative genomics reveals the distinct evolutionary trajectories of the robust and complex coral lineages. Genome Biol. 19:175.. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

Zhong YF, Butts T, Holland PW.. 2008. HomeoDB: a database of homeobox gene diversity. Evol Dev. 10(5):516–518. [PubMed] [Google Scholar]

Zhong Y, Holland PW.. 2011. HomeoDB2: functional expansion of a comparative homeobox gene database for evolutionary developmental biology. Evol Dev. 13(6):567–568. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]